Silvia Estarriaga-Navarro^1,2, Iker Azcue², Emma Cruz², Manuel Maiza², Adrián Romero², Marta Sanz², Daniel Plano^1,3, Carmen Sanmartín^1,3, Nieves Goicoechea^*,2
1Universidad de Navarra. Facultad de Farmacia y Nutrición, Departamento de Ciencias Farmacéuticas. Irunlarrea 1, 31008, Pamplona, España.
²Universidad de Navarra. Instituto de Biodiversidad y Medioambiente (BIOMA). Irunlarrea, 1. 31008, Pamplona, España. Departamento de Biología Ambiental, Grupo de Fisiología del Estrés en Plantas-Asociado al CSIC (EEAD, Zaragoza, España), Irunlarrea 1, 31008-Pamplona, España.
³Instituto de Investigación Sanitaria de Navarra (IdisNA), Irunlarrea,3, 31008, Pamplona, España.
^* Autor de correspondencia: niegoi@unav.es

1. INTRODUCCIÓN

La información publicada por el Departamento de Asuntos Económicos y Sociales de Naciones Unidas (2024) indica que la población mundial seguirá creciendo hasta alcanzar los 10.300 millones de personas a mediados de la década de 2080, lo que supone un incremento de algo más de 2.000 millones respecto al año 2024 [1]. Este crecimiento demográfico conlleva una mayor demanda global de alimentos y los de origen vegetal figuran en la base de la pirámide alimenticia. Por otro lado, el mayor consumo de alimentos agrava el problema de la generación de residuos. Se estima que en la UE se producen anualmente más de 59 millones de toneladas de residuos alimentarios, unos 132 kg por habitante, de los cuales un 16 % proceden de frutas y hortalizas [2]. Todo ello plantea dos grandes retos: garantizar la seguridad alimentaria y disminuir la producción o potenciar la valorización de los residuos generados.

La seguridad alimentaria engloba dos aspectos: (a) la producción de alimentos suficientes para abastecer a una población creciente y (b) la calidad de estos alimentos, tanto en términos de calidad nutricional (vitaminas, proteínas, minerales, etc.) como de inocuidad, es decir, que estén libres de sustancias nocivas para la salud. Centrándonos en los alimentos de origen vegetal, la producción puede verse seriamente amenazada por plagas, malas hierbas o patógenos (virus, bacterias, hongos) que afectan a los cultivos o a los productos postcosecha (grano, frutos, etc.). Asimismo, algunos patógenos pueden liberar toxinas que contaminan los alimentos, con graves consecuencias para la salud de los consumidores. El tema de la sanidad vegetal tiene tal relevancia que la FAO (Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura) eligió el 12 de mayo como el Día Internacional de la Sanidad Vegetal [3].

Tradicionalmente, se han aplicado diversos pesticidas para hacer frente a estos problemas. Sin embargo, la Unión Europea es cada vez más restrictiva con la aprobación y la aplicación de pesticidas en la Agricultura. De hecho, en el marco de la estrategia ‘De la Granja a la Mesa’, uno de los pilares centrales del Pacto Verde, la Comisión Europea ha planteado como objetivo para el año 2030 reducir en un 50 % el uso de productos químicos peligrosos [4]. Todo esto obliga a buscar alternativas al empleo de estos pesticidas.

A pesar de suponer un problema medioambiental, los residuos vegetales que se generan en el campo, en ciertas industrias o en servicios de restauración contienen compuestos bioactivos con efectos antimicrobianos, repelentes de insectos o inhibitorios para el desarrollo de malas hierbas (alelopatías), así como con capacidad prebiótica (Tabla 1).

Teniendo en cuenta estos antecedentes, el objetivo de nuestro trabajo fue estudiar el potencial antifúngico y alelopático de extractos acuosos obtenidos a partir de cáscaras y peladuras de diversas frutas y tubérculos ampliamente consumidos en los hogares y, con ello, evaluar su potencial aplicación en favor de garantizar la seguridad alimentaria.

Figura 1 Concentración (mg compuesto/g peso seco de residuo) de compuestos bioactivos ( barras azules terpenos, barras marrones alcaloides, barras verdes) en las cáscaras de mandarina, patata, limón y plátano Las barras indican valores medios (n= 3)

2. MÉTODOS

2.1. Recolección, tratamiento y caracterización de residuos vegetales

La recogida selectiva de residuos se llevó a cabo en la Universidad de Navarra mediante la participación de la comunidad universitaria. Se recogieron peladuras de mandarina, limón, plátano y patata en contenedores etiquetados y colocados en las cafeterías. Los residuos recolectados se secaron en estufa a 40°C hasta alcanzar peso constante. Una vez secos, se trituraron en un molino RETSCH MM 400 (Biometa Tecnología y Sistemas, S.A., Llanera, Asturias, España) hasta conseguir un polvo fino. Los residuos pulverizados se envasaron en recipientes de vidrio y se almacenaron en cámara frigorífica a 4°C hasta su posterior uso. La caracterización de los residuos incluyó la determinación de compuestos fenólicos solubles [11], terpenoides [12] y alcaloides [13].

2.2. Preparación de extractos acuosos a partir de residuos vegetales

Para evaluar el efecto alelopático de los residuos vegetales sobre semillas y plántulas, se añadieron 20 g de polvo seco de cada residuo a 1 L de agua destilada. La mezcla se llevó a ebullición durante 15 min. Posteriormente, los extractos se filtraron al vacío para eliminar impurezas. Una vez enfriados, se determinó el potencial osmótico. El filtrado resultante se almacenó en cámara fría a 4°C. El protocolo seguido para evaluar la actividad antifúngica de los residuos vegetales fue similar excepto por la concentración final de los extractos acuosos: 5 % y 6,7 % (peso/volumen).

2.3. Ensayos in vitro para evaluar la capacidad alelopática de los extractos vegetales sobre la germinación de semillas y el desarrollo de plántulas

Se seleccionaron Papaver rhoeas L. (amapola) y Convolvulus arvensis L. (correhuela) como malas hierbas. Las semillas de amapola (ref. Lo 6435) y de correhuela (ref. BGE034691) fueron proporcionadas, respectivamente, por el Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (Consejería de Economía, Ciencia y Agenda Digital) y el Centro Nacional de Recursos Fitogenéticos (CRF) del INIA. Con el fin de testar si los residuos ejercían un efecto inhibidor sobre el desarrollo de los cultivos, también se utilizaron semillas de Hordeum vulgare (cebada) (ref. BGE007987) y de Triticum sativum (trigo) (ref.BGE022400) proporcionadas por el Centro Nacional de Recursos Fitogenéticos (CRF) del INIA, ya que estos cereales que se ven afectados por las dos malas hierbas citadas anteriormente. Las semillas, desinfectadas superficialmente con hipoclorito sódico al 10 %, se germinaron sobre papel de filtro en placas de Petri estériles. El número total de tratamientos fue de cinco: semillas regadas con extracto de mandarina, de limón, de patata, de plátano o con agua a modo de control. Dentro de cada tratamiento se contó con 6 repeticiones. A lo largo de 2 semanas y en función de las necesidades, se añadieron 5 mL de cada extracto o de agua destilada a cada placa. Las placas se mantuvieron en una habitación climatizada a 24/14°C (día/noche). Al cabo de dos semanas se determinaron (1) el Porcentaje de Germinación (GP) como GP = 100(NG/NT), donde NG es el número de semillas germinadas en cada placa y NT es el número total de semillas sembradas en la placa y (2) el Índice de Vigor de las Plántulas (SVI, seedling vigour index) como SVI = (s + r) PG, donde s y r son la longitud (cm) de la parte aérea y de la raíz, respectivamente, y PG es el porcentaje de germinación.

Figura 2 Porcentaje de germinación (%) al cabo de dos semanas, de semillas de cebada (barras amarillas) y de amapola (barras rojas) regadas con agua o con extractos acuosos de cáscara de patata o de mandarina Las barras indican valores medios (n= 5)

Figura 3 Índice de vigor al cabo de dos semanas de las plántulas de Convolvulus arvensis ( correhuela) (barras naranjas) y Zea mays ( maíz)(barras amarillas) regadas con agua o con extractos acuosos de cáscara de limón o de plátano Las barras indican valores medios (n= 5 ± errores estándar)

2.4. Ensayos in vitro para evaluar la actividad antifúngica de los extractos vegetales

Se utilizaron cepas formadoras de micotoxinas de tres especies de hongos: 1) Aspergillus flavus Link (ref. CECT 20802), productor de aflatoxinas B1, B2, M1, M2; 2) Aspergillus tubingensis (Schober) Moss (ref. CECT 20544), productor de ocratoxina; y 3) Penicillium griseofulvum Dierckx (ref. CECT 2919), productor de patulina. Este material fue proporcionado por la Colección Española de Cultivos Tipo (CECT) de la Universidad de Valencia.

Los hongos se cultivaron sobre medio de cultivo que contenía extracto de levadura (4 %) y agar (2 %) añadidos a agua destilada (tratamiento control) o a extractos acuosos de cáscaras de mandarina o de plátano (dos dosis: 5 % y 6,7 %; peso/volumen). Todos los medios de cultivo se esterilizaron en autoclave durante 45 min a 120˚C y se dispensaron en placas de Petri (15 mL por placa). Se prepararon 5 repeticiones por cada tratamiento. Los cultivos se mantuvieron en estufa (26°C) durante 12 días, al cabo de los cuales se determinó el Porcentaje de Inhibición del crecimiento de cada hongo aplicando la siguiente ecuación:  % de inhibición = (1-(X/C)) x 100, siendo X la superficie (cm2) ocupada por el micelio del hongo en las placas de Petri que contenían extractos acuosos de mandarina o de plátano y C, la superficie ocupada por el micelio del hongo en la placa Petri del tratamiento control.

3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

La Figura 1 muestra la concentración de tres grupos de metabolitos secundarios con propiedades bioactivas (fenoles solubles totales, terpenos y alcaloides) presentes en las cáscaras de mandarina, patata, limón y plátano. Los principios bioactivos predominantes en las cáscaras de los dos cítricos fueron los fenoles; además, estos residuos presentaron mayores concentraciones de terpenos que los de patata y plátano. Los compuestos bioactivos más abundantes en las peladuras de patata y las cáscaras de plátano fueron los alcaloides, que también se detectaron en cantidades relevantes en las cáscaras de limón, en contraste con los bajos contenidos detectados en los residuos de mandarina.

Figura 4 Porcentaje de inhibición % del crecimiento del micelio de Aspergillus flavus A tubingensis y Penicillium griseofulvum cultivados sobre medios de cultivo que contenían extractos acuosos de mandarina (A)  o de plátano (B) a dos concentraciones 5% barras azules, y 6,7 % barras naranjas) Los datos se tomaron a los 12 días de la siembra en placas de Petri Las barras indican valores medios (n=5 ± errores estándar)

En la Figura 2 podemos observar el efecto inhibidor de los extractos acuosos de patata y mandarina sobre la germinación de la amapola, una mala hierba muy frecuente en los campos de cereal. Al cabo de dos semanas de la siembra en placa de Petri regada con agua, se alcanzaron porcentajes de germinación similares entre las semillas de cebada y las de amapola. Sin embargo, la aplicación de extractos de patata o de mandarina impidieron la germinación de las semillas de amapola, mientras que afectaron sólo ligeramente la germinación de las semillas de cebada. Es posible que el factor osmótico asociado a los extractos de residuos vegetales (que alcanzó valores de -0,08 y -0,11 Osm/kg H2O a 25,4°C en los extractos de patata y mandarina, respectivamente), dificultase o ralentizase en cierta medida la absorción de agua por parte de las semillas, algo fundamental para que inicien su germinación.

La Figura 3 muestra el índice de vigor de las plántulas de maíz y correhuela regadas con agua o con extractos acuosos de limón y de plátano. En este caso, tanto las semillas del cereal como de la mala hierba germinaron, por lo que fue posible realizar un seguimiento del desarrollo de las plántulas. Los datos demuestran que tanto los extractos de limón como los de plátano ejercieron un potente efecto alelopático (o inhibidor) sobre el crecimiento de las plántulas de correhuela una vez que germinaron las semillas. El efecto fue mucho menos pronunciado sobre el desarrollo del maíz, especialmente cuando las plántulas se regaron con extracto de limón. Los potenciales osmóticos de los extractos de limón y plátano fueron, respectivamente, de -0,065 y -0,057 Osm/kg H2O, es decir, menos relevantes que los medidos en los extractos de mandarina y patata. Por tanto, el menor vigor de las plántulas de maíz en la placa regada con extracto de plátano tuvo que obedecer a otras causas posiblemente relacionadas con su composición química.

Figura 5 Aspergillus tubingensis A flavus y Penicillium griseofulvum a los cinco días de su siembra en placas Petri que contenían diferentes medios de cultivo: control (agua), extracto acuoso de mandarina al 5 % o extracto acuoso de plátano al 5 %. Todos los medios estaban suplementados con extracto de levadura (4 %)

En la Figura 4 podemos observar la inhibición del crecimiento en placa de Petri de los micelios de los tres hongos productores de micotoxinas tras aplicar extractos vegetales en los medios de cultivo. Las barras azules muestran los resultados obtenidos añadiendo al medio de cultivo extractos de cáscaras de mandarina (Figura 4A) o de plátano (Figura 4B) en una concentración equivalente al 5 % (peso/ volumen), mientras que las barras naranjas muestran los porcentajes de inhibición utilizando una mayor dosis de los extractos (6,7 %, peso/volumen).

Los extractos de mandarina (Figura 4A) inhibieron casi por completo el crecimiento de P. griseofulvum (por encima del 90 %, independientemente de la concentración del extracto), mientras que no resultaron efectivos a baja dosis para inhibir el crecimiento de Aspergillus spp. A. flavus se desarrolló mejor sobre un medio de cultivo enriquecido con extracto de mandarina al 5 % que sobre un medio de cultivo acuoso no enriquecido. Sin embargo, los resultados cambiaron significativamente al aumentar la dosis de residuo utilizada (6,8 % peso/volumen): se alcanzaron valores de inhibición de un 80 % y un 25%, respectivamente, para A. flavus y A. tubingensis.

Los extractos de plátano (Figura 4B) mostraron una eficacia similar frente a los tres hongos cuando se aplicaron a baja dosis (5% peso/volumen), ya que inhibieron en un 20 % el crecimiento fúngico. El aumento de dosis al 6,8 % (peso/volumen) mejoró la eficacia frente a A. flavus (alcanzando un 40 % de inhibición) y, especialmente, frente a P. griseofulvum (alcanzando casi un 60 % de inhibición). Por el contrario, no mejoró la inhibición de A.tubingensis.

La Figura 5 muestra imágenes del crecimiento de los tres hongos en placas de Petri cuyo medio de cultivo no contenía extractos vegetales (control) o se habían enriquecido con extractos acuosos de mandarina o plátano al 5 %. Las fotografías están tomadas a los 5 días tras la siembra de los hongos. Cabe pensar que la mayor eficacia de la mandarina (sobre todo aplicada en dosis de 6,8 % peso/volumen) está relacionada con sus mayores niveles de fenoles solubles y terpenos en comparación con el plátano.

4. CONCLUSIONES Y PERSPECTIVAS FUTURAS

Los residuos vegetales pueden inhibir la germinación y el desarrollo de las malas hierbas en mayor medida que la germinación y el desarrollo de los cereales. Estos resultados son prometedores de cara a una posible utilización de los residuos vegetales como bioherbicidas, constituyendo una alternativa a los pesticidas químicos actualmente aplicados para eliminar las malas hierbas que amenazan la seguridad alimentaria. De acuerdo a nuestros resultados, la eficacia de los residuos estudiados no estuvo condicionada por la naturaleza de los compuestos bioactivos que contenían. Por el contrario, su eficacia para inhibir el desarrollo de hongos productores de micotoxinas que contaminan los alimentos varía significativamente en función del tipo de hongo micotoxigénico, de la especie vegetal de la que procede el residuo, de la dosis del residuo utilizada para elaborar el extracto acuoso y de la naturaleza de los compuestos bioactivos presentes en los restos vegetales. De acuerdo a nuestros resultados, los hongos del género Aspergillus son más resistentes que Penicillium a los compuestos activos presentes en los residuos, siendo los fenoles y terpenos más eficaces que los alcaloides para frenar su desarrollo.

Estos resultados prometedores, sin embargo, no están exentos de importantes limitaciones que sería necesario abordar. Entre ellas, aquéllas derivadas del actual sistema de reciclaje de residuos orgánicos domésticos y de hostelería: alta variabilidad en la composición de los residuos orgánicos; mezcla de subproductos animales y vegetales; imposibilidad de obtener materia prima homogénea para la extracción de compuestos bioactivos y falta de protocolos para el almacenamiento de subproductos en el hogar y en el núcleo urbano. A esto hay que sumar la corta vida media de los subproductos vegetales debido al deterioro microbiano, la variabilidad de los perfiles de los compuestos bioactivos y la falta de protocolos estandarizados para preparar los extractos a aplicar.

No obstante, a pesar de estas importantes limitaciones, la valorización de los residuos vegetales aparece como un recurso sostenible para afrontar nuevas soluciones encaminadas a garantizar la seguridad alimentaria.

5. AGRADECIMIENTOS

La Asociación de Amigos de la Universidad de Navarra (Estrategia 2025: Universidad y Sostenibilidad) financia el contrato de S. Estarriaga-Navarro. Esta investigación ha sido financiada por la Unión Europea-NextGenerationEU y ejecutada en el marco del Plan de Recuperación, Transformación y Resiliencia (Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades del Gobierno de España, Agenda 2030 Gobierno de Navarra) y por el proyecto Smart Campus Living Lab (SCLL) de BIOMA Convoca. Los autores agradecen a las alumnas Valery Elsner y Celina Guynot de Boismenu de la Facultad de Ciencias y a los alumnos Tomás Madrigal y Emilio Goicoechea de la Facultad de Farmacia y Nutrición por su colaboración en la recolección selectiva de los residuos.

Referencias __________________________________

(1) United Nations. Department of Economic and Social Affairs. (2025). World Population Prospects 2024. Summary of Results. Ten key messages. https://www.un.org/development/desa/pd

(2) European Commission. Food Safety. Food Waste - European Commission

(3) Food and Agriculture Organization of the United Nations. https:// www.fao.org/plant-health-day/es

(4) European Commission. Agriculture and Rural Development. Pesticides and Plant Protection. Pesticides - European Commission

(5) Jin, K., Tian, N., da Silva Ferreira, J.F., Sandhu, D., Xiao, L., Gu,
M., Luo, Y., Zhang, X., Liu, G., Liu, Z., Huang, J., & Liu, S. (2022). Comparative transcriptome analysis of Agrobacterium tumefaciens reveals the molecular basis for the recalcitrant genetic transformation of Camellia sinensis L. Biomolecules, 12(5), 688.

6) Naseer, R., Sultana, B., Khan, M.Z., Naseer, D., & Nigam, P. (2014). Utilization of waste fruit-peels to inhibit aflatoxins synthesis by Aspergillus flavus: a biotreatment of rice for safer storage. Bioresource Technology 172, 423-428.

(7) Scavo, A., Restuccia, A., Pandino, G., Onofri, A., & Mauromicale G. (2018). Allelopathic effects of Cynara cardunculus L. leaf aqueous extracts on seed germination of some Mediterranean weed species. Italian Journal of Agronomy, 13(2), 1021.

(8) Kumar, H., Bhardwaj, K., Sharma, R., Nepovimova, E., Kuča, K., Dhanjal, D.S., Verma, R., Bhardwaj, P., Sharma, S., & Kumar, D. (2020). Fruit and Vegetable Peels: Utilization of High Value Horticultural Waste in Novel Industrial Applications. Molecules, 25, 12.

(9) Kolb, H., Kempf, K., & Martin, S. (2020). Health Effects of Coffee: Mechanism Unraveled? Nutrients, 12, 6.

(10) Machado, M., Ferreira, H., Oliveira, M.B.P.P., & Alves, R.C. (2024). Coffee by-products: An underexplored source of prebiotic ingredients. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 64(20), 7181-7200.

(11) Baslam, M., Garmendia, I., & Goicoechea, N. (2011). Arbuscular Mycorrhizal Fungi (AMF) improved growth and nutritional quality of greenhouse-grown lettuce. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 59, 5504–5515.

(12) Łukowski, A., Jagiełło R., Robakowski P., Adamczyk D., & Karolewski, P. (2022). Adaptation of a simple method to determine the total terpenoid content in needles of coniferous trees. Plant Science, 314, 111090.

(13) Shamsa F., Monsef, H., Ghamooshi, R., & Verdian-rizi, M. (2008). Spectrophotometric determination of total alkaloids in some Iranian medicinal plants. The Thai Journal of Pharmaceutical Sciences 32, 17-20.